Review 回顾Interdependence between chloroplasts and mitochondria in the light and the dark
叶绿体和线粒体在光明和黑暗中的相互依存关系
Keywords 关键字
Abbreviations 缩写
1. Introduction 1. 引言
植物利用光能生长,将大气中的 CO2 光合作用转化为叶绿体中富含碳的化合物(例如碳水化合物)。然后,这些化合物在胞质溶胶和线粒体中呼吸,以产生生物合成所需的能量和碳中间体。这两个过程是相互依赖的,呼吸作用依赖于光合作用作为底物,而细胞光合作用依赖于一系列化合物(例如 ATP;见后面的章节)的呼吸作用。然而,令人惊讶的是,大多数研究人员独立研究这两个过程。在这篇综述中,我们讨论了叶绿体和线粒体的相互依赖性。首先讨论了通过胞质溶胶在叶绿体和线粒体之间交换常见代谢物的机制。然后,本综述评估了线粒体在光线下的作用。最后,它讨论了黑暗中线粒体和叶绿体之间的相互作用以及氯呼吸现象。
2. Interactions between organelles depends on metabolite exchange
2. 细胞器之间的相互作用取决于代谢物交换
叶绿体和线粒体之间的相互作用取决于代谢物的交换,例如 ATP(能量)、NAD(P)H(还原当量)和碳骨架。一些代谢物通过特定的转运物跨细胞器膜运输,而另一些代谢物则通过代谢物穿梭运输,因为它们不能直接易位。代谢物穿梭物还可以具有多种功能,例如转移 ATP 和/或还原当量或碳骨架。在本节中,我们概述了代谢物跨细胞器膜运输的方式。
2.1. ATP exchange 2.1. ATP 交易所
高度活跃的线粒体 ATP/ADP 转运蛋白将 ATP 从基质快速输出到胞质溶胶中,以换取 ADP [1](图 1)。相比之下,叶绿体转运体的活性和亲和力非常低 [2, 3],并且可能仅在年轻的叶绿体中具有输入ATP的活性[4]。

Fig. 1. ATP exchanges among chloroplasts, the cytosol and mitochondria. ETC, electron transport chain; GP, NADP+-GAPDH (glyceraldehyde-3-P dehydrogenase); GPK, PGK (phosphoglycerate kinase) and NAD+GAPDH (glyceraldehyde-3-P dehydrogenase); PEPC, PEP carboxylase; PK, pyruvate kinase.
图 1.叶绿体、胞质溶胶和线粒体之间的 ATP 交换。ETC, 电子传递链;GP、NADP+-GAPDH(甘油醛-3-P 脱氢酶);GPK、PGK(磷酸甘油酸激酶)和 NAD+GAPDH(甘油醛-3-P 脱氢酶);PEPC,PEP 羧化酶;PK,丙酮酸激酶。
叶绿体 ATP 交换也可以通过使用叶绿体膜的磷酸盐转运点 [5] 通过三磷酸二羟基丙酮 (DHAP)/3-磷酸甘油酸酯 (3-PGA) 穿梭进行(图 1)。叶绿体中 3-PGA 转化为 DHAP 会消耗 ATP 和 NADPH,它们在胞质溶胶中通过 NAD+ 依赖性磷酸化 GAPDH/PGA 激酶再生(图 1)。然而,当胞质 DHAP 被 NADP+ 依赖性非磷酸化 GAPDH/PGK 转化为 3-PGA 时,不会输出 ATP,而 NADPH 仅产生 NADPH(图 1)。
尽管这些穿梭车能够运输 NADPH 和 ATP,但在生理条件下,它们似乎不会输出大量的 ATP,因为非磷酸化系统占主导地位 [6]。因此,DHAP/3-PGA 穿梭物利用叶绿体 ATP 并从叶绿体中输出还原当量 [6]。
通过这种穿梭车导入 ATP 可能更有效,因为 DHAP 只能通过一条途径转化为 PGA(图 1),从而产生 NADPH 和 ATP。在叶绿体中,从缺乏叶绿体 ATP 合酶的衣藻突变体中分离出的叶绿体中,DHAP/3-PGA 穿梭机的 ATP 输入能力比 ATP 转运蛋白大得多 [7]。在这些照射的叶绿体中,DHAP 和 GAP (5 倍) 对蛋白质合成的刺激很大,但 ATP (2 倍) 的刺激较小。另一方面,3-PGA 强烈抑制蛋白质合成。野生型叶绿体中的蛋白质合成不受这些代谢物的影响。
总之,叶绿体的 ATP 输出能力远低于线粒体。
2.2. Transport of reducing equivalents across membranes
2.2. 还原当量跨膜的传输
NAD(P)H 不能直接穿过细胞器的膜,还原当量必须使用穿梭机运输,例如上面提到的叶绿体 DHAP/3-PGA 转运机,或通过苹果酸/草酰乙酸 (Mal/OAA) 穿梭机运输 [8](图 2)。在叶绿体中,苹果酸脱氢酶 (MDH) 是 NADP+ 依赖性的,而 NAD+-MDH 在胞质溶胶和线粒体中起作用。当叶绿体 NADPH/NADP+ 比率较高时,叶绿体 NADP+-MDH 在光下被激活并将 OAA 转化为苹果酸 [8, 9]。

Fig. 2. Exchanges of reducing equivalents among chloroplasts, the cytosol and mitochondria. ETC, electron transport chain; GP, NADP+-GAPDH (glyceraldehyde-3-P dehydrogenase); NDX, externally facing NADPH dehydrogenase; NR, nitrate reductase.
图 2.叶绿体、胞质溶胶和线粒体之间还原当量的交换。ETC, 电子传递链;GP、NADP+-GAPDH(甘油醛-3-P 脱氢酶);NDX,面向外部的 NADPH 脱氢酶;NR,硝酸还原酶。
线粒体还可以通过将柠檬酸盐交换为胞质苹果酸盐来输出还原当量 [1](图 3)。随后柠檬酸盐脱羧为 2-OG 导致 NADPH 的产生。还原当量也可以通过苹果酸/天冬氨酸穿梭子跨叶绿体和线粒体膜交换,涉及苹果酸/2-OG 和谷氨酸/天冬氨酸转运蛋白 [6]。然而,与 Mal/OAA 穿梭机相比,这两种转运器对还原当量运输的贡献很小 [10]。

Fig. 3. Carbon exchange among chloroplasts, the cytosol and mitochondria. CS, citrate synthase; GOGAT, glutamate oxoglutarate transaminase; GP, NADP+-GAPDH (glyceraldehyde-3-P dehydrogenase); GS, glutamine synthase; MDH, malate dehydrogenase; ME, malic enzyme; PDC, pyruvate dehydrogenase complex; PEPC, PEP carboxylase; PK, pyruvate kinase.
图 3.叶绿体、胞质溶胶和线粒体之间的碳交换。CS,柠檬酸合酶;GOGAT,谷氨酸氧代戊二酸转氨酶;GP、NADP+-GAPDH(甘油醛-3-P 脱氢酶);GS,谷氨酰胺合酶;MDH,苹果酸脱氢酶;ME, 苹果酸酶;PDC,丙酮酸脱氢酶复合物;PEPC,PEP 羧化酶;PK,丙酮酸激酶。
植物线粒体可以使用面向外部的 NAD(P)H 脱氢酶 [11] 通过线粒体电子传递链 (ETC) 直接氧化胞质 NAD(P)H[11](图 2)。然而,鉴于生理条件下胞质溶胶中 NADH (0.3–1.2 μM) 和 NADPH (150 μM) 的低浓度以及外部 NAD(P)H 脱氢酶的底物亲和力(Km;NADH 为 1.4 μM,NADPH 为 80 μM)[6, 8, 10, 12],很可能只有 NADPH 被这些 NAD(P)H 脱氢酶氧化,即使如此,氧化率也非常低。
2.3. Exchange of carbon compounds
2.3. 碳化合物的交换
除了运输 ATP/ADP 和还原当量外,线粒体和叶绿体还交换碳化合物。叶绿体通过磷酸盐转运器以高速率输出碳 [3](图 3)。胞质 P 浓度决定了 DHAP 是保留在叶绿体中(转化为淀粉)还是输出(作为蔗糖、苹果酸和/或丙酮酸合成的底物 [13])。
线粒体对大多数 TCA 循环中间体具有特异性的有机酸转运体 [14]。除了第2.2节中描述的Mal/OAA和苹果酸盐/柠檬酸盐穿梭物外,苹果酸还可以通过催化苹果酸/P交换的二羧酸盐载体进入线粒体[15]。
除了是一种还原等效交换系统外,苹果酸盐/柠檬酸盐穿梭机还从线粒体输出碳(参见第 2.2 节)。胞质柠檬酸脱羧产生的 2-OG 用作叶绿体中氨基酸合成的碳骨架(图 3)。2-OG 进入叶绿体是通过 2-OG/二羧酸盐交换载体将 2-OG 交换为 OAA 和苹果酸盐 [14]。每当柠檬酸盐从线粒体输出时,都必须进口 OAA 或苹果酸盐以补充 TCA 循环中损失的碳。因为植物线粒体具有将苹果酸转化为丙酮酸的 NAD+-苹果酸酶 (NAD-ME),所以任何 TCA 循环中间体都足够了。
以上部分表明,植物细胞具有大量的运输系统,可在细胞器和胞质溶胶之间交换代谢物。大量的运输系统有助于为细胞提供应对不同条件所需的代谢灵活性。然而,相同种类的运输系统使得研究细胞内条件改变的影响变得非常困难。
3. Respiration in the light
3. 光下的呼吸
3.1. Does respiration continue in the light?
3.1. 呼吸在光中继续吗?
一个引发了相当多争论的问题是,光合细胞中的呼吸是否在光照下继续存在,如果是这样,它是否与在黑暗中具有相同的速率。呼吸作用(即储存的和最近固定的碳水化合物的氧化降解)是黑暗中光合细胞 ATP 的主要来源。过去,人们认为呼吸在光线下被完全抑制,这可能是由于腺苷酸对糖酵解的控制和线粒体底物供应的限制而产生光合ATP [16]。这种观点现在被认为过于简单化,实验数据表明,在大多数情况下,线粒体活性在光线下继续存在。线粒体为细胞提供 TCA 循环碳骨架,用于叶绿体中光依赖性 NH+4 同化(图 3),并为 ATP 和 NADH 在光下进行其他生物合成反应(图 1、图 2)。线粒体也可能在光中氧化过量的光合还原当量。因此,呼吸很可能在光下继续,线粒体在光中发挥的实际作用取决于发育阶段和环境条件。
3.2. Substrates for the mitochondria in the light
3.2. 光中线粒体的底物
几种底物支持光下的呼吸作用,包括光呼吸甘氨酸和近期光合活性的产物,如苹果酸、OAA、丙酮酸和 NAD(P)H。Pärnik 和 Keerberg [17] 将这些底物定义为光合作用的主要产物。在光合还原当量过量的条件下,初级产品为呼吸提供底物的程度可能会增加(参见第 3.5.5 节)。
3.3. ATP supply in the light: chloroplasts versus mitochondria
3.3. 光中的 ATP 供应:叶绿体与线粒体
最佳光合作用需要光中线粒体 ATP 供应的程度取决于叶绿体中 ATP 产生和消耗的平衡。非循环光合电子传递(图 4)以 2.6:2 的比例产生 ATP 和 NADPH [19],可能无法满足叶绿体中 CO2 固定和其他 ATP 要求过程的要求。固定 CO2 以在叶绿体中产生 DHAP 需要 ATP 与 NADPH 的比率为 3:2 或更高。因此,如果需要,必须提供额外的ATP来固定CO2 [20, 21]和其他细胞过程,如蔗糖合成、蛋白质合成、NH+4同化、代谢物转运和维持。显然,对 ATP 的需求可能超过叶绿体中通过非环电子传递合成 ATP 的水平,并且必须通过其他过程产生额外的 ATP。

Fig. 4. Organisation of the thylakoid membrane. FNR, ferredoxin-NADP+ oxidoreductase; FQR, ferredoxin-plastoquinone reductase; LHC, light harvesting complex; MR, Mehler reaction; PC, plastocyanin; NAD(P)HDH, NAD(P)H dehydrogenase; PQ, plastoquinone; PS, photosystem. The elements of the suggested chlororespiratory pathway are indicated by dark-shaded rectangles.
图 4.类囊体膜的组织。FNR,铁氧还蛋白-NADP+ 氧化还原酶;FQR,铁氧还蛋白-质体醌还原酶;LHC,光收集复合物;MR,Mehler 反应;PC,质体蓝蛋白;NAD(P)HDH、NAD(P)H 脱氢酶;PQ,质体醌;PS,光系统。建议的叶子呼吸途径的元素由深色矩形表示。
线粒体向叶绿体提供 ATP 的程度取决于环状 [22, 23] 和伪环状 [22, 24] 磷酸化的贡献(图 4)。在环磷酸化中,PSI 的受体(Fd 或 NADPH)被 PQ 氧化,PQ 作为 PSI 的供体,产生 ATP 作为唯一的产物。对豌豆叶片的实验表明,只有在高辐照度和极低的 CO2 浓度下,才会发生大量的循环磷酸化 [25]。在伪环磷酸化中,PSI 受体的氧化产生 H2O2(图 4),它被过氧化氢酶迅速去除,并且依赖于 PSI 和 PSII。尽管这两个过程有足够的能力来满足对额外ATP的需求[23,24],但它们在体内可能起着次要的作用[6]。然而,可能只需要很少的额外 ATP 合成来平衡 NADPH:ATP 比率,从而允许卡尔文循环运行。
如果叶绿体无法满足其 ATP 要求,则必须从细胞的其他隔室导入额外的 ATP。额外 ATP 最可能的来源是线粒体磷酸化。线粒体比叶绿体具有更强的ATP合成能力,每NAD(P)H可产生多达3个ATP,而叶绿体中每NAD(P)H可产生1.5-2个ATP[26]。事实上,线粒体氧化磷酸化维持了大部分胞质 ATP 库 [6],并且在某些情况下对组织光合作用的最大速率至关重要 [27, 28, 29, 30]。大麦叶原生质体的实验表明,当寡霉素以不直接影响光合作用过程的浓度抑制线粒体ATP的产生时,光合O2的释放量降低了30-40%[30]。随后原生质体破裂,叶绿体完好无损,恢复了光合速率[30]。这些实验表明,在这些条件下,线粒体 ATP 的产生对于最佳光合作用至关重要,并且可能反映了利用 UTP 的蔗糖合成的能量需求 [6, 27](图 1)。
线粒体 ATP 产生对细胞在光线下功能的必要程度可能因组织而异。例如,叶绿体中非环状电子传递产生的ATP量似乎足以解释光合自养康乃馨细胞培养物中CO2的摄取,而不涉及循环磷酸化或线粒体ATP的产生[31]。然而,线粒体仍可能有助于此类细胞中的细胞 ATP 合成,用于在光下发生的其他需要能量的过程(例如 N 同化)。环境因素也会影响线粒体供应 ATP 的需求。例如,Hurry等[32]报道,线粒体有助于冬黑麦光照的非硬化叶片中的ATP池,但在寒冷硬化的叶片中则没有。
3.4. Adenylate control of respiration in the light
3.4. 腺苷酸在光下控制呼吸
腺苷酸酯可以通过多种方式限制呼吸[33]。首先,在分离的线粒体中,高于 20 的 ATP/ADP 比率将限制氧化磷酸化 [34],据报道该比率发生在体内 [35]。其次,如果 ADP 浓度过低(低于 20–50 μM;取决于 ATP/ADP 比率 [34]),则可以限制磷酸化。大约 40-50% 的细胞 ADP 与蛋白质结合,在玉米根尖中,游离 ADP 的浓度估计约为 50 μM [36],在其限制磷酸化的浓度范围内。低浓度的游离 ADP(与 ATP/ADP 比率不同)在代谢调节中可能比以前认识到的更重要。第三,糖酵解速率受胞质溶胶中 ATP 和 ADP 浓度的调节:ATP 浓度的增加会降低糖酵解关键酶的活性。胞质溶胶中 ATP/ADP 比率的小幅增加足以改变糖酵解速率 [37]。此外,低 ADP 浓度会限制底物水平磷酸化的速率,尤其是在丙酮酸激酶处(PK,图 1)[38]。
光中的胞质 ATP/ADP 比率与黑暗中相似或更低 [39, 40, 41],这表明光中的腺苷酸并未完全抑制呼吸。然而,光明下的 ATP/ADP 比率低于黑暗中 [41] 实际上可能反映了 ATP 在光明下的更快周转,而不是 ATP 水平本身较低。因此,呼吸很可能受到光明和黑暗中的腺苷酸的限制。尽管如此,呼吸通常在光线下继续(参见第 3.8 节):腺苷酸控制程度不足以完全抑制光线下的呼吸。植物细胞还具有避免腺苷酸控制的机制;它们的线粒体具有非磷酸化途径,允许在不产生 ATP 的情况下进行呼吸(参见第 3.5.6 节)。同样,如果 PEP 被 PEP 转化为苹果酸,绕过可能受到低 ADP 限制的 PK,则可以避免糖酵解腺苷酸控制 [42](图 3)。因此,植物代谢不需要像动物代谢那样受到腺苷酸的强烈控制,从而赋予植物细胞更大的灵活性。
3.5. Mechanisms to avoid over-reduction of the chloroplast
3.5. 避免叶绿体过度还原的机制
线粒体在光下的另一个作用可能是去除多余的光合还原当量,这可能导致光合电子传输系统的损伤。因此,叶绿体必须输出过量的还原当量,以便储存(例如苹果酸盐)或通过呼吸作用氧化。
3.5.1. Over-reduction and photoinhibition
3.5.1. 过度还原和光抑制
当叶绿体 NADPH/NADP 比率变得过高时,光合电子传输成分将高度减少,导致光抑制 [43],从而降低光合效率 [44],并且发生在光合 ETC 易于耗散吸收能量的能力时,无论是光化学的(例如荧光、ATP 和 NADPH 合成)还是非光化学的(例如能量作为热量的耗散), 减少。这会导致光合装置发生变化或受损(最有可能是PSII的D1蛋白[43])。因此,需要存在 PSII 中能量耗散的其他途径,例如荧光、状态转换和叶黄素循环。
3.5.2. State transitions and the xanthophyll cycle
3.5.2. 状态转换和叶黄素循环
在状态转变中,光捕获复合物 (LHC) 从一个反应中心移动到另一个光系统的反应中心(综述见 [45])。当 PSII 的 LHC 被磷酸化并转移到 PSI 时,高度还原的 PQ 池会诱导向状态 II 的转变。恢复到状态 I 需要 ATP 和高度氧化的 PQ 池 [46]。这些跃迁通过 PSI 调节通量和 PQ 氧化速率,平衡两个光系统之间的能量分配,并避免 ETC 分量的过度还原,尤其是 PQ。线粒体或叶绿体中醌库的过度减少会导致活性氧的产生,从而损害细胞[47,48,49]。 状态转变会影响环和非环磷酸化的程度,并改变 NADPH:ATP 产生的比率。
状态转换保护光系统免受光抑制的能力有限,因为它们只会在光系统之间重新分配光化学能,而且 PSI 也会受到光抑制 [50]。另一方面,叶黄素循环保护两个光系统[50],使LHC能够以热量的形式耗散能量并降低光效率[50,51,52]。 叶黄素循环的散热能力只有在植物长时间暴露在强光下时才会增加[52]。
上述系统不能提供针对光抑制的完全保护。它们也仅在 ETC 已经高度减少(例如状态转换)或植物长时间暴露在光抑制光下(例如叶黄素循环)时调用。在胁迫条件下,叶黄素循环不能消散所有多余的光化学能[50]。此外,这些保护机制降低了光合作用效率。因此,拥有其他系统来处理过量叶绿体能量的耗散将是有益的,特别是对于短期瞬态不平衡。
3.5.3. Avoiding over-reduction: sinks for NADPH and ATP
3.5.3. 避免过度还原:NADPH 和 ATP 的汇
当 NADPH 和 ATP 的供应超过对这些代谢物的需求时,通常发生导致 ETC 过度减少的失衡。叶绿体 ETC 中的电子流可能受到 NADP+(末端受体)或 ADP 可用性低的限制。由于电子传递与 ATP 合成耦合,因此在没有 ADP 的情况下(类似于线粒体的“状态 4”)会受到限制 [53]。因此,ADP 的再生对于畅通无阻的光合电子流也很重要。虽然叶绿体具有在没有 NADPH 的情况下产生 ATP 的机制,但没有 ATP 就没有光合系统来产生 NADPH。然而,考虑到 NADPH 和 ATP 的产生比例,NADPH 通常是过量的(参见第 3.5.1 节)。如果 NADPH 和 ATP 的产生速率与这些代谢物的潜在消耗相匹配或超过和/或如果过量的代谢物从叶绿体中输出,则可以避免过度还原。
光合 CO2 固定和光呼吸(图 5)需要大量的 NADPH 和 ATP。CO2 和 O2 在 Rubisco 上竞争结合位点,在正常条件下,20-35% 的净光合活性由加氧酶反应(光呼吸)发生 [54, 55]。在卡尔文循环中,每个 RuBP 产生两个 3-PGA,而光呼吸导致 RuBP 转化为 3-PGA 和 2-P-乙醇酸盐(图 5)。乙醇酸盐损失的碳在光呼吸循环中随着 CO2 和 NH3 的释放而被挽救(图 5;详情见 [56])。2-P-乙醇酸盐转化为乙醇酸盐并输出到过氧化物酶体,在那里乙醇酸盐转化为甘氨酸,然后作为呼吸底物在线粒体中代谢。光呼吸乙醇酸盐循环为 NADPH 和 ATP 提供了相当大的汇(每个乙醇酸盐 2 个 NADPH 和 3.5 个 ATP;如果包括丢失的 CO2 的重新固定,则每次氧合总计 4 个 NADPH 和 6.5 个 ATP),尤其是在羧化反应受低细胞间 CO2 浓度限制的条件下(例如,气孔关闭后)。

Fig. 5. Photorespiration or glycolate cycle. GOGAT, glutamate oxoglutarate transaminase; GS, glutamine synthase.
图 5.光呼吸或乙醇酸盐循环。GOGAT,谷氨酸氧代戊二酸转氨酶;GS,谷氨酰胺合酶。
因为 CO2 固定是叶绿体 NADPH 和 ATP 的重要汇,所以如果要避免叶绿体过度还原,只要光子被吸收,它就必须活跃或迅速激活。在黑暗中,使用 NADPH(例如卡尔文循环)的叶绿酶通常是无活性的。在从暗到亮的转变过程中,叶绿体的氧化还原状态急剧增加,Fd、Td和NADPH水平由于光合电子流而增加[57,58]。 这可能导致过量 NADPH 的积累和 ETC 的过度减少,因此需要快速激活使用光合 NADPH 的过程。事实上,卡尔文循环的酶(例如 NADP+-GAPDH、果糖 1,6-二磷酸酶、景天庚糖 1,7-二磷酸酶和磷酸盐激酶 (PRK))在光线下被升高的 Td 水平迅速激活 [9, 57],从而减少被 O2 氧化的巯基。光调节的卡尔文循环酶不断被还原和氧化,确保它们的活性受到严格控制,整体调节由叶绿体的氧化还原状态控制。
除了碳固定和光呼吸之外,NADPH 和 ATP 的另一个重要汇是氮同化。从叶绿体输出的 NADPH 可用于通过硝酸盐还原酶 (NR;图 2),它在黑暗中在几分钟内失活 [59]。在叶绿体中,NO-2 使用还原的 Fd 转化为 NH + 4。NO-3 的同化速率通常约为 CO2 固定的 4%,使用用于 CO2 固定的还原当量的 10% [60]。然而,该值会因物种、发育阶段和环境条件而异。特别是 NO−3 供应的限制会影响氮的同化速率,从而影响对照明叶中减少当量的需求。同样,与氮同化相关的 ATP 需求将随氮同化速率而变化:NH+4 同化和氨基酸合成需要大量的 ATP [61]。显然,氮同化为叶绿体 NADPH 和 ATP 提供了主要汇。因此,高氮同化率应减少光合 ETC 过度还原的可能性。
氮同化对光合作用和呼吸作用的影响已在绿藻中得到广泛研究(综述见 [61])。向缺氮藻类中添加NO-3或NH+4会使光合电子的流动从CO2固定转移到氮同化[62],降低叶绿体的还原水平,并降低CO2固定酶(如磷酸-布洛糖激酶和G6P-脱氢酶[63,64])的活性。 当添加 NH+4 而不是 NO-3 时(从而降低了氮同化对还原当量的需求),PRK 不会受到抑制,表明该过程具有很强的氧化还原调节。添加 NO-3 后 PRK 的减慢抑制了还原性磷酸戊糖途径的再生阶段,并导致 RuBP 增加和光合作用减少。对分离的菠菜叶绿体的实验也表明,由于还原剂从 CO2 固定转移到氮同化,NO-3 还原降低了光合作用速率 [65]。然而,光合作用不太可能经常受到 NADPH 氮同化需求的限制,因为叶绿体中的电子流经常超过固定 CO2 和光呼吸所需的电子流 [66, 67]。
3.5.4. Avoiding over-reduction: export of excess NADPH via the Mal/OAA shuttle
3.5.4. 避免过度减少:通过 Mal/OAA 穿梭车输出超额 NADPH
也可以通过将过量的还原当量输出到其他细胞区室来避免叶绿体的过度还原。主要的输出机制似乎是第 2.2 节中描述的 Mal/OAA 穿梭机制:NADPH 将 OAA 还原为苹果酸(通过 NADP+-MDH),苹果酸从叶绿体输出(图 3)。NADP+-MDH 被叶绿体中高水平的 NADPH 激活,这种激活被 O2 和 NADP+ 抑制 [9]。
在没有 OAA 的情况下,NADPH 也可以在叶绿体中通过 Mehler 反应重新氧化,消耗 O2(图 4),这被认为是一种替代的 Hill 氧化剂,作为故障/安全系统[24]。然而,Mal/OAA穿梭似乎是首选,因为当OAA加入到发光的叶绿体中时,H2O2的产生会停止[68]。对菠菜和葵花籽叶的实验表明,Mehler 反应不足以防止光灭活 [69]。
3.5.5. Oxidation of excess photosynthetic reductant outside the chloroplast
3.5.5. 叶绿体外过量光合还原剂的氧化
为了使 Mal/OAA 穿梭车作为有效的 NADPH 输出系统运行,输出的苹果酸必须被氧化以再生 OAA 以运输回叶绿体(图 3)。苹果酸可以在胞质溶胶、过氧化物酶体或线粒体中被氧化,使用还原当量进行各种反应,例如胞质溶胶中的 NO-3 还原或过氧化物酶体中羟基丙酮酸的还原。在产生的还原剂多于胞质和过氧化物酶体过程所需的还原剂的情况下,苹果酸可以输入到线粒体中进行氧化。实验证据表明,光中的线粒体活性可以减少光抑制,这种保护可能与去除多余的光合作用还原当量有关[32,70,71,72,73]。
最近的一项研究表明,脯氨酸合成可能是重新氧化细胞中过量 NAD(P)H 的另一种方式 [74]。长期以来,脯氨酸一直被认为是一种代谢物,在应激期间积累,一旦应激被消除,就会迅速氧化。氧化过程中产生的 ATP 对于从压力中恢复很重要。
3.5.6. Role of non-phosphorylating pathways in avoiding over-reduction
3.5.6. 非磷酸化途径在避免过度还原中的作用
线粒体中还原当量的氧化可以与 ATP 的产生偶联。在 ATP 需求较低的条件下,ADP 的回收将限制氧化速率。然而,植物线粒体的 ETC 中存在非磷酸化旁路,即使在对 ATP 的需求有限且 ADP 可用性较低的情况下,电子也可以继续流动 [75]。这些包括替代氧化酶 (AOX) [76],这是一种以 O2 为受体的喹醇氧化酶,可绕过线粒体 ETC 中的复合物 III 和 IV(图 6)。植物线粒体还具有绕过复合物 I 的非磷酸化 NADH 脱氢酶 [11],可以氧化内部和外部 NADH,而无需产生任何 ATP,也不需要任何 ADP(图 6)。

Fig. 6. Organisation of the plant mitochondrial membrane. AOX, alternative oxidase; NDRI, matrix-side rotenone insensitive NADH dehydrogenase; NDX, external NAD(P)H dehydrogenase(s); SDH, succinate dehydrogenase. The non-phosphorylating bypasses are dark-shaded.
图 6.植物线粒体膜的组织。AOX,替代氧化酶;NDRI,基质侧鱼藤酮不敏感的 NADH 脱氢酶;NDX,外部 NAD(P)H 脱氢酶;SDH,琥珀酸脱氢酶。非磷酸化旁路为深色阴影。
综上所述,上述讨论表明,光合电池具有多种系统来处理过量的还原当量,这使它们能够灵活地响应各种条件。
3.6. Environmental factors and excess NADPH
3.6. 环境因素和过量的 NADPH
在不利的环境条件下,NADPH 和 ATP 的生产和消费之间的不平衡将加剧,例如当生物合成对 NADPH 和 ATP 的需求受到限制时(例如由于低温或营养限制),或者当使用这些代谢物固定 CO2 的能力受到内部 CO2 浓度的限制时(例如在干旱期间)。在这些条件下,去除过量 NAD(P)H 所涉及的过程速率将增加。
3.6.1. Excess photosynthetic reductant: low temperatures and high irradiance
3.6.1. 过量的光合还原剂:低温和高辐照度
众所周知,低温会增加植物对光抑制的敏感性。在低温下(例如,在温和气候下生长的植物低于 10°C),蔗糖合成受到严重限制。这限制了 P 的循环和 DHAP 的出口,抑制了卡尔文循环和光合 NADPH 的使用[77](图 1)。因此,即使在中等光照强度下,植物在寒冷条件下也更容易受到光抑制。然而,强光和低温的有害影响可以通过线粒体氧化过量的光合还原当量来减轻[32,71,72]。在给定温度下,长时间暴露在低温下的植物的呼吸频率也会增加[32,78]:呼吸能力的增加可能代表氧化过量光合作用还原当量的能力增加。植物还通过增加光合作用和蔗糖合成活性[32,79]和减少P介导的光合作用反馈抑制来适应低温[77]。
3.6.2. Excess photosynthetic reductant: low intercellular CO2 and drought
3.6.2. 过量的光合还原剂:低细胞间 CO2 和干旱
当细胞间 CO2 浓度 (c) 较低时(如气孔关闭时发生),可以预期光合作用会受到严重抑制,因为 CO2 固定为光合 NADPH 和 ATP 提供了最大的汇。当 c 降低时,菜豆叶片的光抑制增强 [80]。c 的增加也会导致菠菜叶片中 CO2 固定速率的增加和 ATP/ADP 比率的降低 [81]。因此,低 c 值减少了对 NADPH 和 ATP 的需求,并增加了光抑制的可能性。
虽然气孔关闭和低 c 值会降低 CO2 固定率,但它们不会降低光呼吸率。事实上,它在低 c 值时略有增加 [82],因此光呼吸对 NADPH 和 ATP 的需求得维持或增加。因此,光呼吸有助于避免 ETC 的过度减少和在 CO2 固定受低 c 值限制的情况下对光系统的长期损害 [20, 43]。在气孔关闭的干旱条件下,这可能尤为重要。各种研究表明,光呼吸在干旱期间增加,并提供对光抑制的保护[20,80,82,83,84]。 在洋地黄中,水分胁迫使净光合作用减少了 70%;然而,由于光呼吸对 NADPH 和 ATP 的持续需求,以及线粒体甘氨酸脱羧释放的大部分 CO2 被叶绿体中的 Rubisco 重新同化,因此对能量的代谢需求仅减少了 40% [82]。通过维持对这些代谢物的需求,D. lanata 能够避免叶绿体的过度还原,并从水分胁迫中迅速恢复[82]。 同样,在25°C时,具有较高光呼吸能力(较高谷氨酰胺合酶活性)的突变烟草植株比野生型植株更不易受到光抑制,而具有较低光呼吸能力的突变株比野生型植株更敏感[85]。
线粒体活性对于光呼吸过程中甘氨酸代谢至关重要这一事实可能是抑制线粒体 ETC 导致光抑制增加的部分原因 [32, 70, 71, 72, 73].在体内,甘氨酸脱羧产生的大部分 NADH 可以通过 Mal/OAA 穿梭机输出到胞质溶胶中,并在过氧化物酶体中被氧化。然而,如果糖酵解或叶绿体部分满足 NADH 的过氧化物酶体需求,甘氨酸的脱羧可促进线粒体 ETC。每当叶绿体中 NADPH 过量时(例如,当低 c 值限制 CO2 固定率时),就可能出现后者。Krömer 和 Heldt [86] 认为,线粒体中甘氨酸氧化产生的 NADH 中只有 25-50% 输出到过氧化物酶体。因此,支持 NADH 的过氧化物酶体需求所需的 50-75% 的还原当量必须来自叶绿体。
在小麦叶片中,体外 NADP+-MDH 活性在干旱处理后增加 [87]。虽然这不一定反映体内活性的实际变化,但它确实表明干旱增加了 Mal/OAA 穿梭机制的使用,以输出过量的光合还原当量。这些还原当量必须在其他地方被氧化,在另一项关于小麦叶片的研究中发现,干旱诱导了与光合还原剂氧化相关的 O2 吸收增加 [83]。
3.6.3. Mitochondrial activity and protection against photoinhibition
3.6.3. 线粒体活性和对光抑制的保护
有证据表明,在不同温度下,针对光抑制的保护机制可能不同。在寒冷中,防止光抑制的最重要机制似乎是保持QA相对氧化并避免对PSII的D1蛋白造成损害的能力[73]。除了第3.5.1节中描述的机制外,还可以通过线粒体氧化过量的光合还原当量来避免QA的过度还原[32,71,72]。
在高温和高辐照度下,光抑制对 D1 蛋白损伤速率的依赖性较小。相反,高温下的光抑制更依赖于 D1 蛋白修复的速率 [20, 72, 88]。D1 蛋白修复是 ATP 依赖性的这一事实意味着线粒体 ATP 的产生可能有助于预防或最小化高温下的光抑制 [70, 71]。D1 蛋白不断被修复,只要修复能跟上损伤,就不会观察到净光抑制 [88]。在蓝细菌中,抑制暗呼吸(使用叠氮化物)或线粒体磷酸化解偶联导致光抑制增加 [70],表明光抑制的预防取决于线粒体 ATP 合成。
3.6.4. Nutrient limitations and excess photosynthetic reductant
3.6.4. 养分限制和过量的光合还原剂
在可能限制生物合成的营养限制条件下,NADPH 和 ATP 的产生和消耗之间的不平衡将增加 [89, 90]。因此,在营养胁迫条件下,NADPH 产生过量 [91, 92]。在低营养供应的情况下,对 ATP 的需求也很低这一事实也可能意味着,正如几位作者所建议的,在没有 ATP 产生的情况下氧化还原剂的过程可能会增加活性(例如线粒体电子传递的非磷酸化途径)[93, 94, 95, 96, 97, 98]。在营养限制下,非磷酸化线粒体途径在光中的体内参与或其对叶组织中叶绿体氧化还原状态的影响尚未得到证实。另一方面,已经证明在氮限制下,叶黄素循环会增加能量耗散[50]。
3.7. Role of mitochondria in providing carbon skeletons in the light
3.7. 线粒体在光下提供碳骨架中的作用
除了产生 ATP 和氧化过量的光合还原当量外,线粒体在光中还起着另一个重要作用:生产用于生物合成的碳中间体(例如生产 2-OG 和/或柠檬酸盐)。1990 年代之前的大多数研究人员认为线粒体输出 2-OG。然而,最近的研究表明,柠檬酸盐是出口的主要碳骨架 [10]。例如,当菠菜叶线粒体在光照下成分类似于胞质溶胶的培养基中孵育时,苹果酸氧化的主要产物是柠檬酸盐[10]。柠檬酸盐可以在胞质溶胶中转化为 2-OG [6, 99](参见 2.3 碳化合物的交换,图 3),作为谷氨酸和谷氨酰胺形成的前体 [10]。
许多过程需要来自线粒体的碳骨架,其中氮同化是最重要的[61,100]。 碳可以进入和离开线粒体的不同途径使线粒体能够灵活地供应碳骨架。
3.8. Rates of O2 uptake and CO2 release in light versus darkness
3.8. 光明与黑暗中 O2 摄取和 CO2 释放的速率
在黑暗中,呼吸有几个阶段,包括糖酵解、TCA 循环以及 NADH 和 FADH2 的氧化。气体交换发生在其中两个过程中:TCA 循环中脱羧反应中 CO2 的释放和与线粒体中 NAD(P)H 和 FADH2 氧化相关的 O2 摄取 ET。在黑暗中光合组织中呼吸(O2 摄取或 CO2 释放)的测量相对简单, O2 摄取与 CO2 释放(呼吸商,RQ)的比率通常在 0.8 和 1.6 之间([101] 和参考文献)。
在光中测量呼吸气体交换并不那么简单,因为光合作用、光呼吸和呼吸过程同时发生。光呼吸和非光呼吸反应导致线粒体 O2 消耗,而 O2 由光合作用产生。由于光呼吸和梅勒反应,O2 也在叶绿体中被消耗 [102]。光合作用和 PEP 羧化酶导致 CO2 吸收,同时 CO2 通过光呼吸和 TCA 循环在线粒体中释放,此外,CO2 由氧化磷酸戊糖途径释放。如果 TCA 循环受光的影响与线粒体电子传递的影响不同,则光对 CO2 释放的影响将与对 O2 摄取的影响不同。例如,线粒体对过量光合还原当量的氧化可能与 O2 摄取耦合,但与 CO2 释放无关。
尽管在确定光线下的呼吸气体交换存在问题,但许多研究已经使用气体交换和质谱技术来测量光线下的呼吸。在所有研究中,呼吸在光线下继续进行。然而,它持续的程度在很大程度上取决于是否测量了 CO2 释放或 O2 吸收。实验条件和植物种类的变化也会导致光下呼吸估计的可变性。
光对线粒体 O2 摄取的影响并不均匀,从部分抑制 [103, 104]、无变化 [31, 105] 到大幅增加 [106]。光中线粒体 O2 消耗的可变性可能反映了线粒体底物供应的可变性(例如 糖酵解产物和过量的光合还原当量)以及光呼吸 NADH 在线粒体中被氧化的程度(参见第 3.6.2 节)。它还可能反映细胞过程在光线下对呼吸 ATP 需求的变化。
光对 CO2 释放的影响更加明显。在光呼吸条件下,由于甘氨酸脱羧和非光呼吸过程(例如 TCA 循环 [17])共同释放 CO2,线粒体总 CO2 在光明下比在黑暗中更高。然而,在所研究的大多数物种中,非光呼吸 CO2 在光下的释放低于在黑暗中,在使用质谱 [31, 72, 107, 108] 和气体交换技术 [108, 109, 110] 的研究中,光的抑制程度为 25% 至 75%, 111, 112, 113, 114]。
3.9. Mechanisms responsible for inhibition of CO2 release in the light
3.9. 抑制 CO2 在光线下释放的机制
负责光抑制非光呼吸 CO2 释放的机制尚未解决。然而,Atkin等[114]最近提出,光对呼吸的抑制可能是PDC和NAD+-ME在光下失活的结果[115,116,117,118,119]。 PDC 和 NAD+-ME 决定了碳进入 TCA 循环的通量 [119](图 3)。虽然负责光抑制 NAD+-ME 的机制尚不清楚,但 PDC 的抑制显然是磷酸化的结果 [115, 116]。PDC 活性的抑制主要发生在光呼吸条件下 [117, 120]。NH3(在甘氨酸脱羧过程中产生)刺激磷酸化 PDC 的蛋白激酶,可能会增强 PDC 的光呼吸依赖性抑制 [6, 115]。甘氨酸氧化过程中电子传递增加导致 ATP 合成增加也可能导致 PDC 失活 [118]。
非光呼吸 CO2 释放的明显光抑制也可能部分是由于在光中通过糖酵解减少通量的结果。例如,绿藻衣藻中的丙酮酸激酶和 PEPC 活性在光照下低于在黑暗中 [106]。该物种在光照下的 PDC 活性比在黑暗中低 25%。
另一个可能部分导致光抑制非光呼吸 CO2 释放的因素是 TCA 循环碳中间体向胞质溶胶输出的速率增加,以支持光依赖性氮同化 [121]。在从线粒体输出 2-OG 和/或柠檬酸盐以支持氨基酸合成的条件下,可以减少 TCA 循环 CO2 的释放。去除这些将消除 TCA 循环 CO2 释放的一个位点。这一假设仍有待检验,但当植物从NO-3营养物质转移到NH+4营养物质时,大麦叶片的CO2补偿点会增加[122]这一事实也支持了这一假设。NH+4 不是从根运输到芽,而是在根中被同化。这消除了叶片氮的同化,从而减少了叶片中对 TCA 循环中间体的需求(并增加了 CO2 释放速率和 CO2 补偿点)。
3.10. Effect of light-to-dark transitions on respiration
3.10. 明暗转变对呼吸的影响
非光呼吸 CO2 在光中释放量低于在黑暗中,这一事实表明,从明到暗的转变可能导致 CO2 释放量直接增加,直到达到稳态暗呼吸值。然而,这种情况很少见。当在光照下一段时间后首次暴露在黑暗中时,叶子通常会在达到稳态值之前表现出黑暗呼吸的瞬态增加。第一次瞬变增加(在大约15-20 s的黑暗后[114])是光呼吸照明后突发(PIB),而第二次(180-250 s [114])被定义为光增强暗呼吸(LEDR [123])。
PIB 的发生是因为 RuBP 和甘氨酸池在过渡到黑暗后留在细胞中的时间不同。Rubisco 固定的 CO2 在 30 s 内消耗 RuBP [122],而甘氨酸池最初保持稳定(15-20 s),然后下降。甘氨酸的持续脱羧表现为 CO2 释放的爆发。
据报道,LEDR 表现为 O2 消耗量增加 [106, 119, 123, 124, 125, 126] 和 CO2 释放 [78, 112, 127].LEDR 在黑暗中达到最大速率大约需要 3-5 分钟。它似乎反映了在光照一段时间后,线粒体在黑暗中立即可用的光合代谢物(例如丙酮酸或苹果酸)的初始高浓度[72]。LEDR 似乎还与控制碳进入线粒体 TCA 循环的关键酶(例如丙酮酸脱氢酶复合物、PDC 和 NAD+-ME)的光抑制逆转有关[119]。LEDR 的幅度取决于光照周期结束时衬底池的大小。这个池大小反映了两件事:首先,前一时期的光合作用速率和持续时间,其次,光照期间底物消耗的速率(例如通过呼吸),这将受到使用光合作用产物的途径的关键酶(例如 PDC 和 NAD-ME)的光抑制程度的影响。这一假设得到了最近的研究的支持,该研究表明,光对叶片呼吸的抑制程度与LEDR的大小非常匹配,并且LEDR和叶片呼吸的光抑制对光照周期中增加的辐照度同样敏感[114]。 此外,这两个参数对光质量不敏感,并且密切相关[106,114]。
4. Interactions between chloroplasts and mitochondria in the dark
4. 叶绿体与线粒体在黑暗中的相互作用
光合细胞中线粒体和叶绿体之间的相互作用也发生在黑暗中,黑暗中线粒体活性的抑制会影响PQ氧化还原状态和类囊体电化学梯度[128,129]。 在黑暗中,线粒体是细胞过程中ATP的主要来源,包括叶绿体中的ATP,叶绿体虽然没有进行光合作用,但仍然具有代谢活性,例如,在光照下积累的淀粉需要转化为己糖-P和TP并输出到胞质溶胶中[130]。在黑暗中,线粒体ATP(有时是还原剂)也可能是必需的,以通过维持类囊体膜上的质子梯度或通过使PQ池保持稳定[131],使叶绿体在光线返回时为最佳光合作用活性做好准备[131]。
4.1. Mitochondrial ATP maintains the thylakoid proton gradient
4.1. 线粒体 ATP 维持类囊体质子梯度
在黑暗中的小球藻中,通过 ATP 酶的反向操作,ATP(由线粒体提供)可以维持或恢复跨类囊体膜的电化学梯度 [131](图 4)。同样,在高等植物中,ATP 水解可以在黑暗中保持质子梯度穿过类囊体膜 [132]。虽然在有利的生长条件下,叶绿体质子梯度在黑暗中不维持,但在暴露于光抑制性寒冷、明亮的条件下后,它们在黑暗中保持不变[132]。这种暗质子梯度的维持对于允许叶黄素循环的非辐射耗散可能很重要,从而在重新照明时通过非辐射耗散提供光保护。ATP酶在黑暗中保持活性的程度取决于管腔中玉米黄质和紫黄质的水平以及温度[132]。在高温下,ATP酶在黑暗中在几分钟内失活,以避免浪费的ATP水解[132]。相比之下,ATP酶可以在低温下在黑暗中保持活性数小时,甚至过夜[132]。尽管维持质子梯度的 ATP 要求很低,但维持 ATP 酶活性可能部分解释了为什么植物的冷硬化在给定温度下会导致更高的呼吸速率 [32]。
4.2. Reduction of PQ by NAD(P)H
4.2. NAD(P)H 降低 PQ
为了使叶绿体在光照下发挥作用,重要的是PQ在黑暗中保持部分还原,以便在重新照明时为PSI提供电子[133]。为此所需的还原当量由线粒体和/或叶绿体中的淀粉降解提供[46,134]。 据报道,高等植物和藻类在黑暗中 PQ 池减少 [135, 136, 137, 138, 139],并且在远红光氧化后在黑暗中观察到 PQ 的主动再还原 [137, 140].NAD(P)H降低PQ可能是由位于类囊体膜中的NAD(P)H-PQ氧化还原酶介导的[128]。几条证据表明,绿藻 [129, 141, 142, 143] 和高等植物 [140, 144] 的叶绿体中存在 NAD(P)H-PQ 氧化还原酶].此外,在叶绿体基因组中发现了 11 个开放阅读框,与复合物 I(一种线粒体 NADH-Q 氧化还原酶)的部分内容非常相似 [134, 145]。分离的类囊体膜也被证明在几种电子受体(如铁氰化物和苯醌)存在下氧化 NAD(P)H [134]。 虽然到目前为止尚未纯化或分离出具有 NADPH-PQ 活性的酶,但从大麦类囊体中分离出一种具有 NAD(P)H 与硝基四唑蓝氧化还原酶活性的大蛋白复合物 [146]。此外,鱼藤酮(复合物 I 的抑制剂)也显示 PQ 的降低受到抑制 [142, 147]。
4.3. Interaction between mitochondrial activity and PQ redox state
4.3. 线粒体活性与 PQ 氧化还原状态之间的相互作用
叶绿体 PQ 池在黑暗中的氧化还原水平对线粒体活性有强烈反应。在黑暗中抑制线粒体磷酸化(通过解偶联、厌氧或抑制线粒体电子传递或 ATP 酶活性)通常会导致叶绿体 PQ 库的氧化态增加 [128, 136, 148]。对于衣藻,有力的证据表明 PQ 的降低是由糖酵解的增加介导的 [128, 148]。抑制线粒体磷酸化降低细胞 ATP 水平,导致糖酵解活性增加(通过巴斯德效应),导致叶绿体中 NADPH 产生增加。在衣藻中,己糖-P 氧化成 3-PGA(糖酵解的初始阶段)发生在叶绿体中 [149]。在高等植物中,糖酵解发生在胞质溶胶中,氧化还原当量通过 Mal/OAA 或 DHAP/3PGA 穿梭机运输到叶绿体中。然而,高等植物中 PQ 的降低可能以类似于衣藻的方式发生,特别是因为 PQ 降低也对细胞内 ATP 的降低做出反应。当 KCN 抑制呼吸时,会刺激烟草原生质体中 PQ 的减少,这可能通过巴斯德效应增加糖酵解速率 [140]。在菠菜叶中,发现黑暗中PQ的降低取决于胞质溶胶的还原剂[136]。
LHC 从一个光系统到另一个光系统的运动(即状态转换;节 3.5.2)也发生在黑暗中[46],并对线粒体活动有反应。例如,通过在黑暗中抑制 ATP 线粒体合成(通过解耦或抑制呼吸)来降低叶绿体 ATP 浓度,可导致从状态 I 过渡到状态 II [46]。细胞中 ATP 水平的降低通常伴随着光系统之间 ETC 的减少。从状态 I 到状态 II 的转变受 PQ 的氧化还原状态调节 [45],可能是 PQ 降低的结果。为了恢复到状态 I,ETC 的氧化和高 ATP 水平都是必不可少的 [46]。建议进行状态转换以准备叶绿体进行循环磷酸化[46],或防止光返回时光系统之间的ETC过度减少[150]。
综上所述,上述研究表明,线粒体和叶绿体在黑暗中具有很强的相互作用。
4.4. Chlororespiration 4.4. 氯呼吸
4.4.1. Overall characteristics of chlororespiration
4.4.1. 氯呼吸的总体特征
黑暗中PQ的降低可能代表氯呼吸作用的第一步(CR [141])。术语氯呼吸是指在类囊体膜中消耗 O2 的拟议电子传递途径。CR被认为代表NAD(P)H的氧化,涉及NAD(P)H-PQ氧化还原酶和PQ氧化酶(图4),可以解释PQ在黑暗中的减少和厌氧后减少的增加[141]。尽管已经发现了 NAD(P)H-PQ 氧化还原酶的大量证据 [129, 140, 141, 142, 143],但缺乏 PQ 氧化酶的证据 [129, 134, 147]。在衣藻中,研究表明 O2 摄取与 PQ 库的减少有关 [151, 152]。大多数CR的证据是在衣藻中发现的,尽管也有人认为CR存在于高等植物中[135,140,147,153,154]。 然而,高等植物叶绿体中 CR 的证据仅限于在黑暗中降低 PQ,而不是与 CR 相关的 O2 摄取。 有人提出PQ氧化酶存在于高等植物中[147],但仅基于PQ还原数据和使用抑制剂,这可能导致模棱两可的结果(参见第4.4.2节)。
叶绿体 ETC 的其他成分,如细胞色素 b6f 复合物和质体蓝蛋白(PC,图 4)被认为不参与氯呼吸作用,因为 CR 对 DBMIB(2-壬基-4-羟基喹啉 N-氧化物)不敏感,DBMIB 是 PQ 和细胞色素 b6f 复合物之间的电子传递抑制剂。此外,CR仍然发生在缺乏细胞色素b6f复合物或光系统I的衣藻突变体中[151]。另一方面,从PSII流向PQ的电子可用于CR,DCMU(3-(3,4-二氯苯基)-1,1-二甲基脲)抑制PSI缺乏的突变体中PSII依赖性O2的摄取[151]。因此,CR 中唯一涉及的成分似乎是 NAD(P)H 脱氢酶(或 NAD(P)H-PQ 还原酶)、PQ 和推定的 PQ 氧化酶 [129](图 4)。
除了 NAD(P)H-脱氢酶和 PQ 氧化酶外,有人认为 CR 活性取决于类囊体膜上的质子梯度 [129, 141, 155]。这已被用来解释离子载体二环己基-18-冠-6(光磷酸化的解偶联剂)对 CR 的抑制 [141, 155]。
4.4.2. Inhibitors of chlororespiration
4.4.2. 氯呼吸抑制剂
氯呼吸模型的实验测试并不简单。一个问题是氯呼吸没有可以测量的独特特征,例如它与 Mehler 反应、线粒体呼吸和光呼吸共享 O2 摄取。此外,PQ 氧化还原状态的变化并不一定反映氯呼吸活性的变化。此外,线粒体酶和叶咽酶通常对同一类抑制剂敏感,使用它们会导致结果模棱两可[129]。例如,尽管粘噻唑被认为抑制 CR [156],但在衣藻突变体中发现 CR 对这种抑制剂不敏感,其中线粒体细胞色素 bc1 复合物对粘噻唑耐药 [129]。
除粘液噻唑外,各种线粒体呼吸抑制剂,如抗霉素 A [156]、KCN [141, 157]、CO [141, 147] 和 SHAM [141] 也被建议抑制 CR。如果正确,预计 KCN 将抑制所有叶绿体中的 CR。然而,虽然 KCN 抑制衣藻中的 CR,但在小球藻中未观察到这种抑制 [141]。KCN(和其他细胞色素氧化酶抑制剂)本身可以通过增加PQ的氧化还原状态来诱导CR[128,136,148]。 因此,KCN 作为 CR 抑制剂的疗效仍存疑。对于其他抑制剂也存在类似的疑问,必须谨慎考虑基于其效果的结论。目前,没有单一化合物已被证明是无可争议的 CR 抑制剂。
4.4.3. Role of chlororespiration and in vivo activity
4.4.3. 氯呼吸的作用和体内活性
由于 CR 的模型仍未得到证实,我们只能推测氯呼吸的作用。CR被认为是衣藻对N限制的适应,因为CR依赖性O2消耗在N限制下增加,同时NADPH-PQ氧化还原酶增加7倍[158]。氯呼吸作用可以促进 NADPH 氧化以消散光合还原当量,从而最大限度地减少光抑制或阻止活性氧的产生 [158]。这种作用与线粒体替代氧化酶的作用相当[159]。另一个被提出的作用是回收 NADP+ 用于淀粉降解 [129, 147]。
CR 的体内活性也不清楚。CR 的最大活性(即当 PQ 在抑制线粒体呼吸后完全降低时)为总呼吸的 10-20% [141, 157]。CR 对 O2 的小摄取可能是 PQ 非酶促氧化的结果,没有任何体内意义。要使实验数据对 PQ 的活性做出结论,氧化酶测量需要包括 O2 摄取速率,因为 PQ 降低水平会受到许多因素的影响。在接受 CR 模型之前,分离和表征成分,尤其是氧化酶,似乎是必不可少的。
5. Concluding remarks 5. 结语
上述讨论证明了叶绿体和线粒体的相互依赖性以及呼吸对光合作用的重要性。线粒体在光线下的作用可能因条件而异。线粒体 ATP 的产生对于最大光合作用可能很重要,但一个重要的问题是这是否仅在有利于生物合成的条件下发生,还是更普遍。
在不利条件下,例如干旱、高光和/或低温,线粒体可以允许光合作用活动继续进行,而细胞没有净碳或能量增加。这将有助于植物避免光能耗散对光合装置的光抑制和结构损伤(例如叶绿素漂白)。因此,高叶片呼吸速率可能是暴露于不利条件下的植物的一个特征。事实上,与有利地点的快速生长物种特征相比,恶劣环境特征的天生生长较慢的物种表现出相对较高的呼吸速率[78]。植物的冷硬化也会增加呼吸能力[32]。到目前为止,在压力条件下呼吸的重要性仅基于间接(尽管很强)证据,未来的研究应指向获得更直接的证据。特别是需要确定非磷酸化途径在这些条件下的作用。
如果柠檬酸盐而不是 2-OG 是线粒体输出的主要有机酸(参见第 3.7 节),则胞质溶胶中会产生额外的还原当量(可能需要硝酸盐还原)。这将改变我们对线粒体代谢的理解,并强调胞质 NADP+ 依赖性异柠檬酸脱氢酶的重要性。需要进一步的证据,可能涉及转基因植物,才能证明这一点;例如,没有胞质 NADP+ 依赖性异柠檬酸脱氢酶的转基因植物被证明柠檬酸盐和异柠檬酸盐水平升高。然而,它们没有表现出表型,并且 2-OG 的水平不低于野生型植物 [160]。
线粒体和叶绿体之间的强烈相互作用也发生在黑暗中,这可以通过暗适应 PQ 池的还原状态对呼吸活动的强烈反应来证明。线粒体 ATP 和还原剂对于叶绿体在黑暗中的功能是必需的,并且对于在重新照明时为叶绿体的最佳光合活性做好准备。这在高光和低温条件下最为明显,其中 ATP 用于在黑暗中维持穿过类囊体膜的质子梯度 [132]。这样的条件允许叶黄素循环在重新照明时提供即时保护,防止光抑制。在推测 CR 的体内重要性之前,必须分离和表征成分,尤其是 PQ-氧化酶。在这个阶段,CR 的存在和意义仍然难以捉摸。
References
References
- 1H.W. Heldt, U.I. Flügge, in: P.K. Stumpf, E.E. Conn (Eds.), The Biochemistry of Plants, Academic Press, San Diego, CA, 1987, pp. 49–85.
- 2FEBS Lett., 5 (1969), pp. 11-14
- 3Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 42 (1991), pp. 129-144
- 4Biochim. Biophys. Acta, 461 (1977), pp. 131-140
- 5Biochem. J., 245 (1987), pp. 669-675
- 6Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 46 (1995), pp. 45-70
- 7Plant Cell Physiol., 39 (1998), pp. 160-168
- 8Plant Physiol., 95 (1991), pp. 1131-1137
- 9Physiol. Plant., 71 (1987), pp. 393-400
- 10Plant Physiol., 103 (1993), pp. 1147-1154
- 11J. Bioenerg. Biomembr., 27 (1995), pp. 397-406
- 12Annu. Rev. Plant Physiol., 37 (1986), pp. 309-334
- 13T. ap Rees, in: P.K. Stumpf, E.E. Conn (Eds.), The Biochemistry of Plants, Academic Press, San Diego, CA, 1987, pp. 87–115.
- 14Physiol. Veg., 22 (1984), pp. 241-261
- 15Plant Physiol., 87 (1988), pp. 109-115
- 16Annu. Rev. Plant Physiol., 32 (1981), pp. 139-168
- 17J. Exp. Bot., 46 (1995), pp. 1439-1447
- 18Plant Physiol., 111 (1996), pp. 713-719
- 19J. Biol. Chem., 251 (1976), pp. 1610-1617
- 20Physiol. Plant., 74 (1988), pp. 566-574
- 21Biochim. Biophys. Acta, 852 (1986), pp. 144-156
- 22FEBS Lett., 82 (1977), pp. 297-302
- 23Plant Physiol., 72 (1983), pp. 321-325
- 24Physiol. Plant., 72 (1988), pp. 666-680
- 25Plant Physiol., 97 (1991), pp. 41-49
- 26Annu. Rev. Plant Physiol., 36 (1985), pp. 27-53
- 27Plant Physiol., 102 (1993), pp. 947-955
- 28J. Plant Physiol., 144 (1994), pp. 485-490
- 29FEBS Lett., 226 (1987), pp. 352-356
- 30Plant Physiol., 95 (1991), pp. 1270-1276
- 31Planta, 183 (1991), pp. 150-157
- 32Plant Cell Environ., 18 (1995), pp. 69-76
- 33J.T. Wiskich, in: P.K. Stumpf, E.E. Conn (Eds.), The Biochemistry of Plants, Academic Press, San Diego, CA, 1980, pp. 243–278.
- 34Arch. Biochem. Biophys., 217 (1982), pp. 72-79
- 35Plant Physiol., 89 (1989), pp. 963-969
- 36Plant Physiol., 104 (1994), pp. 581-589
- 37P. Raymond, X. Gidrol, C. Salon, A. Pradet, in: P.K. Stumpf, E.E. Conn (Eds.), The Biochemistry of Plants, Academic Press, San Diego, CA, 1987, pp. 129–176.
- 38L. Copeland, J.F. Turner, in: P.K. Stumpf, E.E. Conn (Eds.), The Biochemistry of Plants, Academic Press, San Diego, CA, 1987, pp. 107–128.
- 39Plant Physiol., 69 (1982), pp. 448-455
- 40Plant Cell Physiol., 26 (1985), pp. 99-108
- 41Plant Physiol., 70 (1982), pp. 971-977
- 42Arch. Biochem. Biophys., 227 (1983), pp. 511-521
- 43Biochim. Biophys. Acta, 639 (1981), pp. 72-98
- 44Physiol. Veg., 22 (1984), pp. 437-446
- 45Photosynth. Res., 13 (1987), pp. 19-45
- 46Biochim. Biophys. Acta, 1020 (1990), pp. 72-80
- 47Ann. Biol. Clin., 52 (1994), pp. 199-204
- 48J. Biol. Chem., 270 (1995), pp. 13681-13687
- 49Physiol. Plant., 100 (1997), pp. 165-170
- 50Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 43 (1992), pp. 599-626
- 51Plant Physiol., 107 (1995), pp. 687-694
- 52Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 47 (1996), pp. 655-684
- 53Biochim. Biophys. Acta, 292 (1973), pp. 197-205
- 54G.H. Lorimer, T.J. Andrews, in: P.K. Stumpf, E.E. Conn (Eds.), The Biochemistry of Plants, Academic Press, New York, 1981, pp. 329–374.
- 55Arch. Biochem. Biophys., 257 (1987), pp. 92-99
- 56J. Exp. Bot., 46 (1995), pp. 1397-1414
- 57Plant Physiol., 96 (1991), pp. 1-3
- 58Plant Physiol., 79 (1985), pp. 690-694
- 59Plant Physiol., 98 (1992), pp. 573-577
- 60Can. J. Bot., 66 (1988), pp. 2103-2109
- 61Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol., 45 (1994), pp. 577-607
- 62Can. J. Bot., 66 (1988), pp. 2083-2097
- 63Plant Physiol., 105 (1994), pp. 1043-1048
- 64Plant Physiol., 105 (1994), pp. 1037-1042
- 65Photosynth. Res., 42 (1994), pp. 75-86
- 66Plant Physiol., 81 (1986), pp. 1115-1122
- 67Biochim. Biophys. Acta, 1056 (1991), pp. 293-300
- 68Plant Cell Physiol., 22 (1981), pp. 561-576
- 69Physiol. Plant., 102 (1998), pp. 437-446
- 70Physiol. Plant., 88 (1993), pp. 446-452
- 71Plant Physiol., 99 (1992), pp. 1232-1237
- 72Plant Sci., 97 (1994), pp. 1-14
- 73Plant Physiol. Biochem., 31 (1993), pp. 683-691
- 74Plant Growth Regul., 21 (1997), pp. 79-102
- 75H. Lambers, in: R. Douce, D.A. Day (Eds.), Higher Plant Cell Respiration, Springer Verlag, Berlin, 1985, pp. 418–473.
- 76J. Bioenerg. Biomembr., 27 (1995), pp. 379-385
- 77Plant Physiol., 106 (1994), pp. 983-990
- 78O.K. Atkin, H. Lambers, in: H. Lambers, H. Poorter, M.M.I. Van Vuuren (Eds.), Inherent Variation in Plant Growth. Physiological Mechanisms and Ecological Consequences, Backhuys Publ., Leiden, 1998, pp. 259–288.
- 79Plant Physiol., 100 (1992), pp. 502-508
- 80Plant Sci., 124 (1997), pp. 1-8
- 81Biochim. Biophys. Acta, 848 (1986), pp. 392-401
- 82Plant Physiol., 92 (1990), pp. 1053-1061
- 83Plant Physiol., 112 (1996), pp. 265-272
- 84Photosynthetica, 18 (1984), pp. 322-328
- 85Nature, 384 (1996), pp. 557-560
- 86Biochim. Biophys. Acta, 1057 (1991), pp. 42-50
- 87Photosynthetica, 32 (1996), pp. 431-438
- 88Physiol. Plant., 81 (1991), pp. 203-210
- 89Physiol. Plant., 71 (1987), pp. 264-270
- 90Photosynth. Res., 50 (1996), pp. 133-148
- 91Plant Physiol., 90 (1989), pp. 820-826
- 92Photosynthetica, 30 (1994), pp. 243-254
- 93Physiol. Plant., 90 (1994), pp. 269-278
- 94Physiol. Plant., 87 (1993), pp. 297-304
- 95Physiol. Plant., 79 (1990), pp. 663-667
- 96Plant Physiol., 95 (1991), pp. 1089-1095
- 97Physiol. Plant., 51 (1981), pp. 85-92
- 98Plant Physiol. Biochem., 27 (1989), pp. 847-854
- 99Plant Physiol. Biochem., 28 (1990), pp. 141-146
- 100J.T. Wiskich, I.B. Dry, in: R. Douce, D.A. Day (Eds.), Higher Plant Cell Respiration, Springer Verlag, Berlin, 1985, pp. 281–313.
- 101Plant Physiol., 91 (1989), pp. 352-356
- 102D. Graham, in: D.D. Davies (Ed.), Metabolism and Respiration, Academic Press, New York, 1980, pp. 525–579.
- 103Photosynth. Res., 16 (1988), pp. 219-232
- 104Plant Physiol., 66 (1980), pp. 302-307
- 105Plant Physiol., 79 (1985), pp. 225-230
- 106Plant Physiol., 112 (1996), pp. 1005-1014
- 107Z. Pflanzenphysiol., 100 (1980), pp. 389-396
- 108Plant Physiol., 83 (1987), pp. 1032-1036
- 109Plant Physiol., 110 (1996), pp. 903-912
- 110Plant Physiol., 107 (1995), pp. 421-427
- 111Plant Physiol., 105 (1994), pp. 167-172
- 112Plant Physiol., 113 (1997), pp. 961-965
- 113Plant Physiol., 75 (1984), pp. 95-101
- 114Aust. J. Plant Physiol., 25 (1998), pp. 437-443
- 115Arch. Biochem. Biophys., 258 (1987), pp. 600-606
- 116Plant Physiol., 89 (1989), pp. 1207-1212
- 117Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 87 (1990), pp. 673-676
- 118Plant Physiol., 103 (1993), pp. 1431-1435
- 119S.A. Hill, J.H. Bryce, in: H. Lambers, L.H.W. Van der Plas (Eds.), Molecular, Biochemical and Physiological Aspects of Plant Respiration, SPB Academic Publ., The Hague, 1992, pp. 221–230.
- 120Plant Physiol., 100 (1992), pp. 908-914
- 121O.K. Atkin, A.H. Millar, P. Gardeström, D.A. Day, in: R.C. Leegood, T.T. Sharkey, S. Von Caemmerer (Eds.), Advances in Photosynthesis, Kluwer Academic Publ., Dordrecht, 1998, in press.
- 122Plant Physiol., 76 (1984), pp. 723-729
- 123Plant Physiol., 96 (1991), pp. 1368-1371
- 124Plant Physiol., 72 (1983), pp. 598-603
- 125P. Gardeström, G. Zhou, G. Malmberg, in: H. Lambers, L.H.W. Van der Plas (Eds.), Molecular, Biochemical and Physiological Aspects of Plant Respiration, SPB Academic Publ., The Hague, 1992, pp. 261–265.
- 126FEBS Lett., 367 (1995), pp. 287-290
- 127Plant Physiol., 71 (1983), pp. 574-581
- 128Biochim. Biophys. Acta, 1015 (1990), pp. 150-155
- 129Biochim. Biophys. Acta, 1186 (1994), pp. 59-66
- 130Biochim. Biophys. Acta, 544 (1978), pp. 200-214
- 131Plant Physiol., 65 (1980), pp. 691-696
- 132Planta, 197 (1995), pp. 646-654
- 133Physiol. Plant., 93 (1995), pp. 196-205
- 134Photosynthetica, 34 (1997), pp. 481-496
- 135Photosynth. Res., 36 (1993), pp. 205-215
- 136Plant Physiol., 101 (1993), pp. 1169-1173
- 137Photosynth. Res., 23 (1990), pp. 213-222
- 138Biochim. Biophys. Acta, 1016 (1990), pp. 357-363
- 139Plant Physiol., 77 (1985), pp. 509-511
- 140Planta, 179 (1989), pp. 349-358
- 141Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 79 (1982), pp. 4352-4356
- 142Arch. Microbiol., 127 (1980), pp. 245-252
- 143Arch. Microbiol., 131 (1982), pp. 197-202
- 144Planta, 199 (1996), pp. 276-281
- 145Planta, 190 (1993), pp. 25-31
- 146Plant Cell Physiol., 36 (1995), pp. 265-271
- 147Plant Physiol., 116 (1998), pp. 1209-1218
- 148Plant Physiol., 88 (1988), pp. 973-975
- 149Planta, 167 (1986), pp. 81-86
- 150Plant Cell Physiol., 37 (1996), pp. 551-555
- 151Biochim. Biophys. Acta, 1101 (1992), pp. 57-63
- 152Biochim. Biophys. Acta, 936 (1988), pp. 319-324
- 153Plant Cell Physiol., 33 (1992), pp. 927-932
- 154Planta, 186 (1991), pp. 88-98
- 155FEBS Lett., 156 (1983), pp. 363-365
- 156Photosynth. Res., 28 (1991), pp. 141-148
- 157Biochim. Biophys. Acta, 893 (1987), pp. 83-90
- 158Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88 (1991), pp. 4791-4795
- 159Physiol. Plant., 88 (1993), pp. 712-718
- 160Planta, 205 (1998), pp. 82-91
Cited by (236)
Mitochondrial redox biology and homeostasis in plants
2007, Trends in Plant ScienceThermal acclimation and the dynamic response of plant respiration to temperature
2003, Trends in Plant ScienceAlternative oxidase: A mitochondrial respiratory pathway to maintain metabolic and signaling homeostasis during abiotic and biotic stress in plants
2013, International Journal of Molecular SciencesThe crucial role of plant mitochondria in orchestrating drought tolerance
2009, Annals of BotanyEvans Review No. 2 - The hot and the cold: Unravelling the variable response of plant respiration to temperature
2005, Functional Plant BiologyThe role of trace metals in photosynthetic electron transport in O<inf>2</inf>-evolving organisms
1999, Photosynthesis Research